21.10.2016 | Presseinformationen:

Gene in der Zange Physiko-Chemiker der TU Braunschweig haben eine neuartige Methode entwickelt, mit der sich Biomoleküle einfach und effizient auf ihre mechanischen Eigenschaften untersuchen lassen.

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Für Biologen zählen zu den wichtigsten Fragen, wie Proteine und Gene in menschlichen Zellen arbeiten, wie sie ihre Aufgaben erledigen und mit etwaigen Störungen umgehen. Von großer Bedeutung ist dabei, wie die Biomoleküle auf winzigste Krafteinwirkungen reagieren. Chemiker der TU Braunschweig um Prof. Philip Tinnefeldhaben zusammen mit Wissenschaftlern der LMU München und der Universität Regensburg nun eine neue Methode entwickelt, mit deren Hilfe man gezielt konstante Kräfte auf ein einzelnes, nur wenige Nanometer großes Molekül ausüben und gleichzeitig dessen Reaktion auf die angelegte Kraft beobachten kann. So lässt sich testen, ob ein Protein oder Gen seine Aufgabe noch richtig ausführt, wenn kleinste Kräfte im Inneren einer Zelle an der Struktur zerren. Für die Untersuchung mit der neuen Kraftspektroskopie-Methode, die nanoskopische Kraftmesser einsetzt, benötigt man keine makroskopischen Werkzeuge und kann zudem eine große Zahl Moleküle parallel untersuchen, ein enormer Zeitgewinn.

Mit dem neuen Ansatz umgehen die Forscher zwei fundamentale Einschränkungen bisheriger Methoden in der Kraftspektroskopie. Sowohl beim Rasterkraftmikroskop wie auch bei den sogenannten optischen und magnetischen Pinzetten haben die untersuchten Moleküle immer eine direkte Verbindung zur makroskopischen Welt. Im Grunde muss man dabei jeweils die Position eines mindestens Mikrometer großen Objekts (Kugel oder Metallspitze) genau kontrollieren und übt dann Kräfte auf Moleküle aus, die an diesem Objekt verankert sind. Das ist technisch extrem aufwändig und verursacht zudem oft fehlerbehaftete Signale. Zudem lässt sich damit immer nur ein Molekül nach dem anderen untersuchen. Von diesen Zwängen ist die neue Methode befreit. „Unsere Strukturen arbeiten völlig autonom“, erklärt Philipp Nickels aus der Forschergruppe von Tim Liedl (LMU). „Und wir können damit unzählige Moleküle gleichzeitig untersuchen.“

Als würde man eine Feder leicht spannen

Die Braunschweiger Forscher, die auch zur Braunschweiger Metrology Initiative und zur Forschungslinie Quanomet beitragen, basteln mithilfe der DNA-Origami-Technik zunächst aus vielen künstlichen DNA-Strängen gezielt nanometergroße, molekulare Klammern, die so konstruiert sind, dass sie selbständig Kräfte ausüben können. In ihre speziell designten DNA-Klammern spannen sie einen in der Mitte mit einer speziellen Sequenz ausgestatteten Einzelstrang ein, an den wiederum das zu untersuchende Molekül anbindet. Kraft können sie ausüben, indem sie den in der Klammer befestigten Einzelstrang gezielt um einzelne Basen verkürzen. „Das ist, als würde man eine Feder leicht spannen“, sagt Nickels. Damit lassen sich gezielt unvorstellbar kleine Kräfte zwischen 0 und 15 Pico-Newton ausüben, das sind Billionstel Newton. Für die Physiker ist es ein ideales Untersuchungsinstrument, denn im Zellinneren wirken genau Kräfte in dieser Größenordnung auf die Proteine oder Gene ein. „Wir können im Prinzip jedes Biomolekül einspannen und dessen mechanischen Eigenschaften untersuchen“, sagt Gruppenleiter Tim Liedl.

Die Messdaten lesen die Forscher sehr elegant über den Energieaustausch zweier eingebauter Fluoreszenzfarbstoffe aus. „Wenn sich beispielsweise aufgrund der angelegten Kräfte die Struktur des untersuchten Moleküls ändert, ändert sich auch der Abstand der Farbstoffe,“ erklärt Professor Philip Tinnefeld.  Da nun beim sogenannten FRET (Förster-Resonanz-Energie-Transfer) die übertragene Energie sehr stark vom Abstand der Farbstoffe abhängig ist, kann das System wie ein Lineal auf der Nanometerskala winzigste Verschiebungen im Molekül erkennen.

In Zusammenarbeit mit Professor Dina Grohmann, die erst vor kurzem – aus Braunschweig kommend – einem Ruf an die Universität Regensburg folgte, demonstrierte das interdisziplinäre Team die Möglichkeiten der neuen Kraftspektroskopie-Methode am Beispiel des sogenannten TATA-Binding-Proteins, eines wichtigen Faktors in der Genregulation. Die Forscher fanden heraus, dass dieses Protein nicht mehr effizient arbeiten kann, wenn die Zielsequenz mit mehr als sechs Pico-Newton gespannt wird. Noch steht die neue Technologie am Anfang. Da die DNA-Klammern winzig sind und autonom arbeiten können, wäre es in Zukunft sogar denkbar, sie auch in einer lebenden Zelle einzusetzen und dort die molekularen Vorgänge live zu untersuchen.

Publikation:
Philipp C. Nickels, Bettina Wünsch, Phil Holzmeister, Wooli Bae, Luisa M. Kneer, Dina Grohmann, Philip Tinnefeld, Tim Liedl:
„Molecular Force Spectroscopy with a DNA Origami-Based Nanoscopic Force Clamp“
Science 2016

Danke an die LMU München für die Bereitstellung von Text und Übersetzung.

 

Genes on the rack

Physical Chemists at TU Braunschweig have developed a novel nanotool that provides a facile means of characterizing the mechanical properties of biomolecules.

Faced with the thousands of proteins and genes found in virtually every cell in the body, biologists want to know how they all work exactly: How do they interact to carry out their specific functions and how do they respond and adapt to perturbations? One of the crucial factors in all of these processes is the question of how biomolecules react to the minuscule forces that operate at the molecular level. TU Braunschweig physical chemists led by Professor Philip Tinnefeld, in collaboration with researchers at the LMU in Munich and at Regensburg University, have come up with a method that allows them to exert a constant force on a single macromolecule with dimensions of a few nanometers, and to observe the molecule’s response. The researchers can this way test whether or not a protein or a gene is capable of functioning normally when its structure is deformed by forces of the magnitude expected in the interior of cells. This new method of force spectroscopy uses self-assembled nanoscopic power gauges, requires no macroscopic tools and can analyze large numbers of molecules in parallel, which speeds up the process of data acquisition enormously.

With their new approach, the researchers have overcome two fundamental limitations of the most commonly used force spectroscopy instruments. In the case of force microscopy and methodologies based on optical or magnetic tweezers, the molecules under investigation are always directly connected to a macroscopic transducer. They require precise control of the position of an object – a sphere or a sharp metal tip on the order of a micrometer in size – that exerts a force on molecules that are anchored to that object. This strategy is technically extremely demanding and the data obtained is often noisy. Furthermore, these procedures can only be used to probe molecules one at a time. The new method dispenses with all these restrictions. “The structures we use operate completely autonomously“, explains Philipp Nickels, a member of Tim Liedl’s research group. “And we can use them to study countless numbers of molecules simultaneously.”

A feather-light touch

The members of the Braunschweig group, which is affiliated with the Metrology Initiative Braunschweig and the Research Cluster Quanomet, are acknowledged masters of “DNA origami”. This methodology exploits the base-pairing properties of DNA for the construction of nanostructures from strands that fold up and pair locally in a manner determined by their nucleotide sequences. In the present case, the DNA sequences are programmed to interact with each other in such a way that the final structure is a molecular clamp that can be programmed to exert a defined force on a test molecule. To this end, a single-stranded DNA that contains a specific sequence capable of recruiting the molecule of interest spans from one arm of the clamp to the other. The applied force can then be tuned by changing the length of the single strand base by base. “That is equivalent to stretching a spring ever so-o-o slightly,” says Nickels. Indeed, by this means it is possible to apply extremely tiny forces between 1 and 15 pN (1 pN = one billionth of a Newton) – comparable in magnitude to those that act on proteins and genes in cells. “In principle, we can capture any type of biomolecule with these clamps and investigate its physical properties,” says Tim Liedl.

The effect of the applied force is read out by taking advantage of the phenomenon of Förster Resonant Energy Transfer (FRET). “FRET involves the transfer of energy between two fluorescent dyes and is strongly dependent on the distance between them.” explains Professor Philip Tinnefeld from TU Braunschweig. When the force applied to the test molecule is sufficient to deform it, the distance between the fluorescent markers changes and the magnitude of energy transfer serves as an exquisitely precise measure of the distortion of the test molecule on the nanometer scale.

Together with Dina Grohmann who recently followed a call and moved from Braunschweig to Universität Regensburg, the interdisciplinary team has used the new technique to investigate the properties of the so-called TATA Binding Protein, an important gene regulator which binds to a specific upstream nucleotide sequence in genes and helps to trigger their expression. They found that the TATA protein can no longer perform its normal function if its target sequence is subjected to a force of more than 6 pN. – The new technology has just made its debut. But since the clamps are minuscule and operate autonomously, it may well be possible in the future to use them to study molecular processes in living cells in real time.

Publication:
Philipp C. Nickels, Bettina Wünsch, Phil Holzmeister, Wooli Bae, Luisa M. Kneer, Dina Grohmann, Philip Tinnefeld, Tim Liedl:
Molecular Force Spectroscopy with a DNA Origami-Based Nanoscopic Force Clamp
Science 2016